AD-MSCs können z.B. aus abdominalem und infrapatellarem Fettgewebe gewonnen werden. Die Isolierung setzt sich aus den Schritten Gewebegewinnung, mechanische Aufbereitung, chemische Verarbeitung, Reinigung und Plastikadhärenz der gewonnenen Zellen zusammen, was aufgrund der Plastikadhärenz Zeiten über 25 Stunden verursacht[14]. Weiterentwicklungen im Sinne einer Verkürzung dieser Zeit führten zwar insgesamt zu Protokollen von 25–30 Minuten [1, 13], auf welche jedoch die langwierige Plastikadhärenz folgt, sodass kein wirklicher Gewinn vorliegt. Aus diesem Grund ist die intraoperativ anwendbare, kürzere Zellgewinnung eine vielversprechende Strategie mit dem Ziel, eine intraoperativ anzuwendende therapeutisch wirkende Stammzellpopulation zu generieren. Generell wird hierbei eine heterogene Population gewonnen, welche aus AD-MSCs, Endothelzellen, Adventitiazellen, Lymphozyten und Perizyten besteht und als stromal vascular fraction (SVF) bezeichnet wird. Ein systematisches Review aus 13 von 3038 Studien verglich 18 unterschiedliche Verfahren zur intraoperativen Isolation der SVF [36]. Interessanterweise war die Zellanzahl, -Viabilität und SVF-Komposition ähnlich zu nicht einzeitig anwendbaren Isolationsverfahren. Ein signifikanter Unterschied lag allerdings in der kürzeren intraoperativen Isolationsdauer. Die Frage nach der besten Methode bleibt bis heute unbeantwortet.

AD-MSCs können in mesodermale Gewebe wie Knochen, Knorpel, Muskel und Fettgewebe ausdifferenzieren [2, 5, 15, 29, 39]; ein Überblick hierzu findet sich in [7]. AD-MSCs wurden in verschiedene Hydrogel-Systeme integriert und haben daher eine etablierte Rolle im Tissue-Engineering des Knorpelgewebes [31]. Diese Zellen haben wie andere MSCs (z.B. BM-MSCs) eine spindelförmige Morphologie und die Fähigkeit, auf Plastik zu adhärieren sowie Fibroblast-ähnliche Kolonien zu formen, und sie zeigen eine hohe Proliferationsrate. Weiterhin besitzen AD-MSCs eine gewisse Plastizität, da sie in vitro in epitheliale Zellen, Hepatozyten und neuronale Zellen transdifferenziert wurden [9, 22]. Darüber hinaus zeigen AD-MSCs relevante immunmodulatorische [21] und angiogene Charakteristika [20]. Viele Studien bewiesen, dass AD-MSCs chondrogen differenziert werden können; ein Überblick findet sich in [7]. Interessanterweise können AD-MSCs auf Elastin-artigem Polypeptid wachsen und einen chondrogenen Phänotyp annehmen, ohne dass ein chondrogenes Differenzierungsmedium verwendet wird [4]. Dies ist relevant: AD-MSCs können offenbar ohne typische biochemische Differenzierungsmedien durch andere, z.B. biophysikalische Reize, chondrogen stimuliert werden, was einen wichtigen Hinweis auf die Verwendbarkeit von AD-MSCs im Rahmen eines implantierbaren Biomaterial liefert.

Interessenkonflikt: Keine angegeben.

Korrespondenzadresse

Dr. med. Gerrit Bode

Department Chirurgie

Klinik für Orthopädie
und Unfallchirurgie

Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg

gerrit.bode@uniklinik-freiburg.de

Literatur

1. Amirkhani MA, Mohseni R, Soleimani M, Shoae-Hassani A, Nilforoushzadeh MA: A rapid sonication based method for preparation of stromal vascular fraction and mesenchymal stem cells from fat tissue. Bioimpacts 2016; 6: 99–104

2. Becker AJ, Mc CE, Till JE: Cytological demonstration of the clonal nature of spleen colonies derived from transplanted mouse marrow cells. Nature 1963; 197: 452–4

3. Behrens P, Bosch U, Bruns J et al.: [Indications and implementation of recommendations of the working group „Tissue Regeneration and Tissue Substitutes“ for autologous chondrocyte transplantation (ACT)]. Z Orthop Ihre Grenzgeb 2004; 142: 529–39

4. Betre H, Ong SR, Guilak F, Chilkoti A, Fermor B, Setton LA: Chondrocytic differentiation of human adipose-derived adult stem cells in elastin-like polypeptide. Biomaterials 2006; 27: 91–9

5. Bunnell BA, Flaat M, Gagliardi C, Patel B, Ripoll C: Adipose-derived stem cells: isolation, expansion and differentiation. Methods 2008; 45: 115–20

6. Cicuttini F, Ding C, Wluka A, Davis S, Ebeling PR, Jones G: Association of cartilage defects with loss of knee cartilage in healthy, middle-age adults: a prospective study. Arthritis Rheum 2005; 52: 2033–9

7. Ciuffi S, Zonefrati R, Brandi ML: Adipose stem cells for bone tissue repair. Clin Cases Miner Bone Metab 2017; 14: 217–26

8. Cole BJ, Pascual-Garrido C, Grumet RC: Surgical management of articular cartilage defects in the knee. J Bone Joint Surg Am 2009; 91: 1778–90

9. Dawn B, Bolli R: Adult bone marrow-derived cells: regenerative potential, plasticity, and tissue commitment. Basic Res Cardiol 2005; 100: 494–503

10. Farrell E, Both SK, Odorfer KIet al.: In-vivo generation of bone via endochondral ossification by in-vitro chondrogenic priming of adult human and rat mesenchymal stem cells. BMC Musculoskelet Disord 2011; 12: 31

11. Farrell E, van der Jagt OP, Koevoet W et al.: Chondrogenic priming of human bone marrow stromal cells: a better route to bone repair? Tissue Eng Part C Methods 2009; 15: 285–95

12. Farrell MJ, Fisher MB, Huang AH, Shin JI, Farrell KM, Mauck RL: Functional properties of bone marrow-derived MSC-based engineered cartilage are unstable with very long-term in vitro culture. Journal of Biomechanics 2014; 47: 2173–82

13. Francis MP, Sachs PC, Elmore LW, Holt SE: Isolating adipose-derived mesenchymal stem cells from lipoaspirate blood and saline fraction. Organogenesis 2010; 6: 11–4

14. Francis SL, Duchi S, Onofrillo C, Di Bella C, Choong PFM: Adipose-derived mesenchymal stem cells in the use of cartilage tissue engineering: The need for a rapid isolation procedure. Stem Cells International 2018; 2018: 9

15. Friedenstein AJ, Deriglasova UF, Kulagina NN et al.: Precursors of fibroblasts in different populations of hematopoietic cells as detected by the in vitro colony assay method. Exp Hematol. 1974; 2: 83–92